Оценка действия CFTR-модуляторов при наличии в генотипе пациентов с муковисцидозом варианта сплайсинга 2789+5G>A

Около 13 % всех вариантов, вызывающих проявление муковисцидоза (МВ), являются вариантами сплайсинга в гене CFTR, однако на данный момент такие варианты изучены недостаточно.

Целью исследования явилось изучение варианта сплайсинга 2789+5G>A на фенотипические проявления МВ и эффективность таргетной терапии на модели кишечных органоидов (КО) у пациентов с генотипами 2789+5G>A/L732X и 2789+5G>A/CFTRdele2,3.

Материалы и методы. Представлены клинические особенности течения МВ у 2 пациентов-носителей варианта 2789+5G>A в гетерозиготном состоянии с генетическими вариантами гена CFTR I и VII классов. Использованы данные истории болезни, метод определения разницы кишечных потенциалов (ОРКП), метод КО, форсколиновый тест.

Результаты. Определена клиническая картина: течение заболевания средней тяжести, сохранность поджелудочной железы. Также методом ОРКП показана сохранность функции хлорного канала. По данным исследования культуры КО, полученной из ткани кишечника, показана умеренная остаточная функциональная активность хлорного канала. Кроме того, установлена чувствительность варианта 2789+5G>A к действию всех протестированных CFTR-модуляторов.

Заключение. Установлено, что вариант сплайсинга 2789+5G>A характеризуется умеренной остаточной функциональной активностью CFTR-канала, чувствителен ко всем таргетным препаратам, однако самым эффективным CFTR-модулятором при данном варианте является тезакафтор.

1. Clinical and functional translation of CFTR. Available at: https://cftr2.org/ [Accessed: September 25, 2024].

2. Persico I., Feresin A., Faleschini M. et al. Things come in threes: a new complex allele and a novel deletion within the CFTR gene complicate an accurate diagnosis of cystic fibrosis. Mol. Genet. Genomic Med. 2022; 10 (6): e1926. DOI: 10.1002/mgg3.1926.

3. Santos L., Nascimento R., Duarte A. et al. Mutation – class dependent signatures outweigh disease – associated processes in cystic fibrosis cells. Cell Biosci. 2023; 13 (1): 26. DOI: 10.1186/s13578-023-00975-y.

4. Красовский С.А., Старинова М.А., Воронкова А.Ю. и др., ред. Регистр пациентов с муковисцидозом в Российской Федерации. 2021 год. СПб: Благотворительный фонд «Острова»; 2023. Доступно на: https://mukoviscidoz.org/doc/registr/registr_systicfibrosis_brochure_19_10.pdf?ysclid=m3fmyk2yyy875238135

5. Cystic Fibrosis Foundation. CFTR modulator therapies. Available at: https://www.cff.org/managing-cf/cftr-modulator-therapies

6. Deletang K., Taulan-Cadars M. Splicing mutations in the CFTR gene as therapeutic targets. Gene Ther. 2022; 29 (7-8): 399–406. DOI: 10.1038/s41434-022-00347-0.

7. Dos Anjos F., Wruck J., do Carmo T. et al. Pancreatic Insufficiency in a Child with p.Gly542* and c.2657+5G>a heterozygote CFTR: a case report. Clin. Med. Res. 2022; 20 (1): 46–51. DOI: 10.3121/cmr.2022.1618.

8. Kalydeco. Who Kalydeco is for. Доступно на: https://www.kalydeco.com/who-kalydeco

9. Symdeko. Who Symdeko is for. Доступно на: https://www.symdeko.com/who-symdeko-is-for

10. Muilwijk D., de Poel E., van Mourik P. et al. Forskolin-induced organoid swelling is associated with long-term cystic fibrosis disease progression. Eur. Respir. J. 2022; 60 (2): 2100508. DOI: 10.1183/13993003.00508-2021.

11. Lopes-Pacheco M. CFTR modulators: the changing face of cystic fibrosis in the era of precision medicine. Front. Pharmacol. 2020; 10: 1662. DOI: 10.3389/fphar.2019.01662.

12. Bengtson C., Silswal N., Baumlin N. et al. The CFTR amplifier nesolicaftor rescues TGFβ 1 inhibition of modulator-corrected F508del CFTR function. Int. J. Mol. Sci. 2022; 23 (18): 10956. DOI: 10.3390/ijms231810956.

13. Melyanovskaya J., Kondratyeva E., Kutsev S. Determination of reference values for the method of intestinal current measurement in the Russian Federation. Med. News North Caucasus. 2020; 15 (2). DOI: 10.14300/mnnc.2020.15039.

14. Derichs N., Sanz J., Von Kanel T. et al. Intestinal current measurement for diagnostic classification of patients with questionable cystic fibrosis: validation and reference data. Thorax. 2010; 65 (7): 594–599. DOI: 10.1136/thx.2009.125088.

15. de Winter-de Groot K.M., Berkers G., Marck-van der Wilt R.E.P. et al. Forskolin-induced swelling of intestinal organoids correlates with disease severity in adults with cystic fibrosis and homozygous F508del mutations. J. Cyst. Fibros. 2020; 19 (4): 614–619. DOI: 10.1016/j.jcf.2019.10.022.

16. Мельяновская Л.Ю., Кондратьева Е.И., Куцев С.И. Определение референтных значений для метода определения разности кишечных потенциалов в Российской Федерации. Медицинский вестник Северного Кавказа. 2020; 15 (2): 162–166. DOI: 10.14300/mnnc.2020.15039.

17. Guimbellot J., Sharma J., Rowe S. Toward inclusive therapy with CFTR modulators: progress and challenges. Pediatr. Pulmonol. 2017; 52 (Suppl. 48): S4–14. DOI: 10.1002/ppul.23773.

18. Clancy J., Szczesniak R., Ashlock M. et al. Multicenter intestinal current measurements in rectal biopsies from CF and non-CF subjects to monitor CFTR function. PLoS ONE. 2013; 8 (9): e73905. DOI: 10.1371/journal.pone.0073905.

19. Vonk A., van Mourik P., Ramalho A. et al. Protocol for application, standardization and validation of the forskolin-induced swelling assay in cystic fibrosis human colon organoids. STAR Protoc. 2020; 1 (1): 100019. DOI: 10.1016/j.xpro.2020.100019.

20. Boj S., Vonk A., Statia M. et al. Forskolin-induced swelling in intestinal organoids: an in vitro assay for assessing drug response in cystic fibrosis patients. J. Vis. Exp. 2017; (120): 55159. DOI: 10.3791/55159.

21. Мельяновская Ю. Л. Молекулярная эпидемиология муковисцидоза в Российской Федерации и комплексная оценка патогенетической роли вариантов гена CFTR на основе изучения функции эпителиальных ионных каналов (ENaC, CFTR, CaCCs): Дисс. … канд. мед. наук. М.; 2023.

22. Highsmith W., Burch L., Zhou Z. et al. Identification of a splice site mutation (2789 + 5G>A) associated with small amounts of normal CFTR mRNA and mild cystic fibrosis. Hum. Mutat. 1997; 9 (4): 332–338. DOI: 10.1002/(sici)1098-1004(1997)9:4%3C332::aid-humu5%3E3.0.co;2-7

23. Dörk T., Mekus F., Schmidt K. et al. Detection of more than 50 different CFTR mutations in a large group of German cystic fibrosis patients. Hum. Genet. 1994; 94 (5): 533–542. DOI: 10.1007/BF00211022.

24. Duguépéroux I., De Braekeleer M. The CFTR 3849+10kbC->T and 2789+5G->A alleles are associated with a mild CF phenotype. Eur. Respir. J. 2005; 25 (3): 468–473. DOI: 10.1183/09031936.05.10100004.

25. Van Barneveld A., Stanke F., Claass A. et al. CFTR protein analysis of splice site mutation 2789+5G->A. J. Cyst. Fibros. 2008; 7 (2): 165–167. DOI: 10.1016/j.jcf.2007.07.007.

26. Bell S., De Boeck K., Amaral M. New pharmacological approaches for cystic fibrosis: Promises, progress, pitfalls. Pharmacol. Therapeutics. 2015; 145: 19–34. DOI: 10.1016/j.pharmthera.2014.06.005.

27. Masvidal L., Igreja S., Ramos M. et al. Assessing the residual CFTR gene expression in human nasal epithelium cells bearing CFTR splicing mutations causing cystic fibrosis. Eur. J. Hum. Genet. 2014; 22 (6):784–791. DOI: 10.1038/ejhg.2013.238.

28. Pranke I., Golec A., Hinzpeter A. et al. Emerging therapeutic approaches for cystic fibrosis. Front. Pharmacol. 2019; 10: 121. DOI: 10.3389/fphar.2019.00121.

29. Tümmler B. Post-approval studies with the CFTR modulators Elexacaftor–Tezacaftor–Ivacaftor. Front. Pharmacol. 2023; 14: 1158207. DOI: 10.3389/fphar.2023.1158207.

30. Hanger S., Felton I., Ukor E. et al. The effectiveness of CFTR modulators in people with CF and rare mutations: a real-world study. Pediatr. Pulmonol. 2024; 59 (1): 221–224. DOI: 10.1002/ppul.26713.

31. Amistadi S., Maule G., Ciciani M. et al. Functional restoration of a CFTR splicing mutation through RNA delivery of CRISPR adenine base editor. Mol. Ther. 2023; 31 (6): 1647–1660. DOI: 10.1016/j.ymthe.2023.03.004.

32. Igreja S., Clarke L., Botelho H. Correction of a cystic fibrosis splicing mutation by antisense oligonucleotides. Hum. Mutat. 2016; 37 (2): 209–215. DOI: 10.1002/humu.22931.