Использование функциональных тестов для оценки остаточной активности канала CFTR и индивидуального подбора эффективных CFTR-модуляторов для лечения пациентов с муковисцидозом с «мягким» и «тяжелым» генетическими вариантами

Новые функциональные методы исследования активности канала CFTR – определение разности кишечных потенциалов (ОРКП) и форсколиновый тест на кишечных органоидах, получаемых из ректальных биоптатов больных муковисцидозом (МВ), приняты в ведущих лабораториях мира для научной и клинической работы.

Целью исследования явилась оценка возможности применения новейших функциональных методик у взрослых больных МВ – носителей генетических вариантов гена CFTR – N1303K и R334W.

Материалы и методы. Получены ректальные биоптаты у пациенток с МВ (n = 2) в возрасте 36 и 27 лет с генотипом CFTR R334W/F508del и N1303K/3821delT соответственно. Проведены ОРКП и форсколиновый тест на кишечных органоидах; полученные результаты сопоставлены с клиническими данными.

Результаты. По результатам ОРКП подтверждено, что генетический вариант R334W является «мягким», с сохранением высокой остаточной функциональной активности канала CFTR, тогда как генетический вариант N1303K является «тяжелым» и приводит к утрате рабочего белка CFTR, что соответствует представленной клинической картине. Результаты форсколинового теста свидетельствуют о том, что вариант R334W хорошо поддается коррекции CFTR-модуляторами. Потенциатор VX-770 и корректор VX-809 оказывают слабое действие на стимуляцию форсколином органоидов при генетическом варианте N1303K.

Заключение. Использование метода ОРКП и форсколинового теста на кишечных органоидах позволяет количественно оценить работу белка CFTR и in vitro определить эффективность таргетной терапии у пациентов с МВ.

1. Lopes-Pacheco M. CFTR modulators: The changing face of cystic fibrosis in the era of precision medicine. Front. Pharmacol. 2019; 10: 1662. DOI: 10.3389/FPHAR.2019.01662.

2. Амелина Е.Л., Каширская Н.Ю., Кондратьева Е.И. и др., ред. Регистр больных муковисцидозом в Российской Федерации. 2018 год. М.: Медпрактика-М; 2020. Доступно на: https://mukoviscidoz.org/doc/registr/web_block_Registre_2018.pdf

3. Derichs N., Sanz J., Von Kanel T. et al. Intestinal current measurement for diagnostic classification of patients with questionable cystic fibrosis: validation and reference data. Thorax. 2010; 65 (7): 594–599. DOI: 10.1136/THX.2009.125088.

4. Clancy J.P., Szczesniak R.D., Ashlock M.A. et al. Multicenter intestinal current measurements in rectal biopsies from CF and Non-CF subjects to monitor CFTR function. PLoS One. 2013; 8 (9): e73905. DOI: 10.1371/JOURNAL.PONE.0073905.

5. Мельяновская Ю.Л., Кондратьева Е.И., Куцев С.И. Определение референтных значений для метода определения разности кишечных потенциалов в Российской Федерации. Медицинский вестник Северного Кавказа. 2020; 15 (2): 162–165. DOI: 10.14300/MNNC.2020.15039.

6. Dekkers J.F., van der Ent C.K., Beekman J.M. Novel opportunities for CFTR-targeting drug development using organoids. Rare Dis. 2013; 1 (1): e27112. DOI: 10.4161/rdis.27112.

7. Dekkers J.F. Berkers G., Kruisselbrink E. et al. Characterizing responses to CFTR-modulating drugs using rectal organoids derived from subjects with cystic fibrosis. Sci. Transl. Med. 2016; 8 (344): 344ra84. DOI: 10.1126/scitranslmed.aad8278.

8. Boj S.F., Vonk A.M., Statia M. et al. Forskolin-induced swelling in intestinal organoids: an in vitro assay for assessing drug response in cystic fibrosis patients. J. Vis. Exp. 2017; (120): е55159. DOI: 10.3791/55159.

9. Vonk A.M., van Mourik P., Ramalho A.S. et al. Protocol for application, standardization and validation of the forskolin-induced swelling assay in cystic fibrosis human colon organoids. STAR Protoc. 2020; 1 (1): 100019. DOI: 10.1016/J.XPRO.2020.100019.

10. CFTR2. The Clinical and Functional Translation of CFTR. Available at: http://cftr2.org

11. ECFS. Zolin A., Orenti A., Naehrlich L. et al. ECFS Patient Registry Annual Report 2018. Version 1.4. Available at: https://www.ecfs.eu/sites/default/files/general-content-files/working-groups/ecfs-patient-registry/ECFSPR_Report_2018_v1.4.pdf [Accessed: February 01, 2021].

12. Castellani C., Cuppens H., Macek M. Jr et al. Consensus on the use and interpretation of cystic fibrosis mutation analysis in clinical practice. J. Cyst. Fibros. 2008; 7 (3): 179–196. DOI: 10.1016/J.JCF.2008.03.009.

13. Ефремова А.С., Бухарова Т.Б., Каширская Н.Ю., Гольдштейн Д.В. Применение кишечных органоидов для персонализированной диагностики и терапии муковисцидоза. Медицинская генетика. 2018; 17 (9): 3–12.

14. Dekkers J.F., Gogorza Gondra R.A., Kruisselbrink E. et al. Optimal correction of distinct CFTR folding mutants in rectal cystic fibrosis organoids. Eur. Respir. J. 2016; 48 (2): 451–458. DOI: 10.1183/13993003.01192-2015.

15. van Willigen M., Vonk A.M., Yeoh H.Y. et al. Folding- function relationship of the most common cystic fibrosis-causing CFTR conductance mutants. Life Sci. Alliance. 2019; 2 (1): e201800172. DOI: 10.26508/LSA.201800172.

16. Ramalho A.S., Fürstová E., Vonk A.M. et al. Correction of CFTR function in intestinal organoids to guide treatment of cystic fibrosis. Eur. Respir. J. 2021; 57 (1): 1902426. DOI: 10.1183/13993003.02426-2019.

17. De Boeck K. Cystic fibrosis in the year 2020: A disease with a new face. Acta Paediatr. 2020; 109 (5): 893–899. DOI: 10.1111/APA.15155.