Культуры реснитчатых клеток для диагностики первичной цилиарнои дискинезии
https://doi.org/10.18093/0869-0189-2023-33-2-210-215
Аннотация
Первичная цилиарная дискинезия (ПЦД) — наследственное аутосомно-рецессивное заболевание, которое приводит к дефекту ультраструктуры ресничек эпителия. На сегодняшний день нет единого метода диагностики ПЦД, поэтому диагноз устанавливается по результатам нескольких анализов, таких как ДНК-диагностика, оценка уровня назального оксида азота, частота биения ресничек (ЧБР) по данным назальной биопсии, ультраструктура ресничек и др. Диагностика ПЦД может быть затруднена из-за вторичных повреждений респираторного эпителия, при этом результат может оказаться отрицательным или ложноположительным.
Целью работы явился обзор исследований, посвященных культивированию назальных эпителиальных клеток человека, с последующей дифференцировкой в реснитчатые клетки для диагностики ПЦД.
Заключение. Цилиогенез in vitro помогает при установлении правильного диагноза у пациентов с ПЦД, избегая при этом проблем с ложноположительным диагнозом. Существуют 3 различных метода цилиогенеза in vitro: суспензионная культура, ALI-культура и культура органоидов. Каждый метод имеет свои преимущества и недостатки. Метод ALI-культуры является наиболее распространенным, при котором образуется достаточное для диагностики количество реснитчатых клеток, способных длительно поддерживаться в культуре. Полученные культуры реснитчатых клеток назального эпителия позволяют проводить анализы ультраструктуры ресничек, оценивать ЧБР и локализацию цилиарных белков, что помогает при диагностике ПЦД.
При поддержке: Работа выполнена в рамках государственного задания Министерства науки и высшего образования Российской Федерации для Федерального государственного бюджетного научного учреждения «Медико-генетический научный центр имени академика Н.П.Бочкова» Министерства науки и высшего образования
Об авторах
А. Г. Демченко
Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Медико-генетический научный центр имени академика Н.П. Бочкова» Министерства науки и высшего образования Российской Федерации
Россия
Конфликт интересов:
Россия
Демченко Анна Григорьевна — научный сотрудник лаборатории редактирования генома.
115522, Москва, ул. Москворечье, 1; тел.: (499) 324-35-79
Конфликт интересов:
Конфликт интересов авторами не заявлен
С. А. Смирнихина
Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Медико-генетический научный центр имени академика Н.П. Бочкова» Министерства науки и высшего образования Российской Федерации
Россия
Конфликт интересов:
Россия
Смирнихина Светлана Анатольевна — кандидат медицинских наук, заведующая лабораторией редактирования генома.
115522, Москва, ул. Москворечье, 1; тел.: (499) 324-35-79
Конфликт интересов:
Конфликт интересов авторами не заявлен
Список литературы
1. Кондратьева Е.И., Авдеев, С.Н., Мизерницкий Ю.Л. и др. Первичная цилиарная дискинезия: обзор проекта клинических рекомендаций 2022 года. Пульмонология. 2022; 32 (4): 517—538. DOI: 10.18093/0869-0189-2022-32-4-517-538. /
2. Damseh N., Quercia N., Rumman N. et al. Primary ciliary dyskinesia: mechanisms and management. Appl. Clin. Genet. 2017; 10: 67-74. DOI: 10.2147/TACG.S127129.
3. Hirst R.A., Jackson C.L., Coles J.L. et al. Culture of primary ciliary dyskinesia epithelial cells at air-liquid interface can alter ciliary phenotype but remains a robust and informative diagnostic aid. PLoS One. 2014; 9 (2): e89675. DOI: 10.1371/journal.pone.0089675.
4. Leigh M.W., Horani A., Kinghorn B. et al. Primary ciliary dyskinesia (PCD): a genetic disorder of motile cilia. Transl. Sci. RareDis. 2019; 4 (1-2): 51-75. DOI: 10.3233/TRD-190036.
5. Knowles M.R., Daniels L.A., Davis S.D. et al. Primary ciliary dyskinesia. Recent advances in diagnostics, genetics, and characterization of clinical disease. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 2013; 188 (8): 913-922. DOI: 10.1164/rccm.201301-0059CI.
6. Lucas J.S., Leigh M.W. Diagnosis of primary ciliary dyskinesia: searching for a gold standard. Eur. Respir. J. 2014; 44 (6): 1418-1422. DOI: 10.1183/09031936.00175614.
7. Lucas J.S., Barbato A., Collins S.A. et al. European Respiratory Society guidelines for the diagnosis of primary ciliary dyskinesia. Eur. Respir. J. 2017; 49 (1): 1601090. DOI: 10.1183/13993003.01090-2016.
8. Jorissen M., Willems T., van der Schueren B. Ciliary function analysis for the diagnosis of primary ciliary dyskinesia: advantages of cilio-genesis in culture. Acta Otolaryngol. 2000; 120 (2): 291-295. DOI: 10.1080/000164800750001116.
9. Pifferi M., Bush A., Montemurro F. et al. Rapid diagnosis of primary ciliary dyskinesia: cell culture and soft computing analysis. Eur. Respir. J. 2013; 41 (4): 960-965. DOI: 10.1183/09031936.00039412.
10. Gamarra F., Bergner A., Stauss E. et al. Rotation frequency of human bronchial and nasal epithelial spheroids as an indicator of mucociliary function. Respiration. 2006; 73 (5): 664-672. DOI: 10.1159/000092672.
11. Willems T., Jorissen M. Sequential monolayer-suspension culture of human airway epithelial cells. J. Cyst. Fibrosis. 2004; 3 (Suppl. 2): 53-54. DOI: 10.1016/j.jcf.2004.05.011.
12. Jorissen M., van der Schueren B., van den Berghe H., Cassiman J.J. The preservation and regeneration of cilia on human nasal epithelial cells cultured in vitro. Arch. Otorhinolaryngol. 1989; 246 (5): 308-314. DOI: 10.1007/BF00463582.
13. Pifferi M., Montemurro F., Cangiotti A.M. et al. Simplified cell culture method for the diagnosis of atypical primary ciliary dyskinesia. Thorax. 2009; 64 (12): 1077-1081. DOI: 10.1136/thx.2008.110940.
14. Marthin J.K., Stevens E.M., Larsen L.A. et al. Patient-specific three-dimensional explant spheroids derived from human nasal airway epithelium: a simple methodological approach for ex vivo studies of primary ciliary dyskinesia. Cilia. 2017; 6: 3. DOI: 10.1186/s13630-017-0049-5.
15. Jorissen M., Bessems A. Normal ciliary beat frequency after cilio-genesis in nasal epithelial cells cultured sequentially as monolayer and in suspension. Acta Otolaryngol. 1995; 115 (1): 66-70. DOI: 10.3109/00016489509133349.
16. Coles J.L., Thompson J., Horton K.L. et al. A Revised protocol for culture of airway epithelial cells as a diagnostic tool for primary ciliary dyskinesia. J. Clin. Med. 2020; 9 (11): 3753. DOI: 10.3390/jcm9113753.
17. Neugebauer P., Endepols H., Mickenhagen A., Walger M. Ciliogen-esis in submersion and suspension cultures of human nasal epithelial cells. Eur. Arch. Otorhinolaryngol. 200; 260 (6): 325-330. DOI: 10.1007/s00405-002-0562-y.
18. Bukowy-Bieryiio Z. Long-term differentiating primary human airway epithelial cell cultures: how far are we? Cell Commun. Signal. 2021; 19 (1): 63. DOI: 10.1186/s12964-021-00740-z.
19. Bukowy-Bieryiio Z., Daca-Roszak P., Jurczak J. et al. In vitro differentiation of ciliated cells in ALI-cultured human airway epithelium - the framework for functional studies on airway differentiation in ciliopathies. Eur. J. Cell Biol. 2022; 101 (1):151189. DOI: 10.1016/j.ejcb.2021.151189.
20. Hong K.U., Reynolds S.D., Watkins S. et al. Basal cells are a multipotent progenitor capable of renewing the bronchial epithelium. Am. J. Pathol. 2004; 164 (2): 577-588. DOI: 10.1016/S0002-9440(10)63147-1.
21. Lee D.D.H., Petris A., Hynds R.E., O’Callaghan C. Ciliated epithelial cell differentiation at air-liquid interface using commercially available culture media. Methods Mol. Biol. 2020; 2109: 275-291. DOI: 10.1007/7651_2019_269.
22. Shankaran A., Prasad K., Chaudhari S. et al. Advances in development and application of human organoids. Biotech. 2021; 11 (6): 257. DOI: 10.1007/s13205-021-02815-7.
23. Rossi R., de Angelis M.L., Xhelili E. et al. Lung cancer organoids: the rough path to personalized medicine. Cancers (Basel). 2022; 14 (15): 3703. DOI: 10.3390/cancers14153703.
24. Lu T., Cao Y., Zhao P. et al. Organoid: a powerful tool to study lung regeneration and disease. Cell Regeneration. 2021; 10 (1): 21. DOI: 10.1186/s13619-021-00082-8.
25. Liu Z., Anderson J.D., Deng L. et al. Human nasal epithelial organoids for therapeutic development in cystic fibrosis. Genes (Basel). 2020; 11 (6): 603. DOI: 10.3390/genes11060603.
26. van der Vaart J., Bottinger L., Geurts M.H. et al. Modelling of primary ciliary dyskinesia using patient-derived airway organoids. EMBO Rep. 2021; 22 (12): e52058. DOI: 10.15252/embr.202052058.
27. Wijesekara P., Yadav P., Perkins L.A. et al. Engineering rotating apical-out airway organoid for assessing respiratory cilia motility. iScience. 2022; 25 (8): 104730. DOI: 10.1016/j.isci.2022.104730.
28. Zheng R., Yang W., Wen Y. et al. Dnah9 mutant mice and organoid models recapitulate the clinical features of patients with PCD and provide an excellent platform for drug screening. Cell Death Dis. 2022; 13 (6): 559. DOI: 10.1038/s41419-022-05010-5.
29. Allan K.M., Wong S.L., Fawcett L.K. et al. Collection, expansion, and differentiation of primary human nasal epithelial cell models for quantification of cilia beat frequency. J. Vis. Exp. 2021; (177): e63090. DOI: 10.3791/63090.
30. Hughes C.S., Postovit L.M., Lajoie G.A. Matrigel: A complex protein mixture required for optimal growth of cell culture. Proteomics. 2010; 10 (9): 1886-1890. DOI: 10.1002/pmic.200900758.
31. Aisenbrey E.A., Murphy W.L. Synthetic alternatives to Matrigel. Nat. Rev. Mater. 2020; 5 (7): 539-551. DOI: 10.1038/s41578-020-0199-8.
32. Lee S.L., O’Callaghan C., Lau Y.L., Lee C.W.D. Functional analysis and evaluation of respiratory cilia in healthy Chinese children. Respir. Res. 2020; 21 (1): 259. DOI: 10.1186/s12931-020-01506-w.
Дополнительные файлы
Рецензия
Для цитирования:
Демченко А.Г., Смирнихина С.А. Культуры реснитчатых клеток для диагностики первичной цилиарнои дискинезии. Пульмонология. 2023;33(2):210-215. https://doi.org/10.18093/0869-0189-2023-33-2-210-215
For citation:
Demchenko A.G., Smirnikhina S.A. Ciliated cell cultures for diagnosis of primary ciliary dyskinesia. PULMONOLOGIYA. 2023;33(2):210-215. (In Russ.) https://doi.org/10.18093/0869-0189-2023-33-2-210-215
Просмотров:
511
Послать статью по эл. почте 