Preview

Пульмонология

Расширенный поиск

Клеточный метаболизм и дисфункция митохондрий при хронической обструктивной болезни легких

Аннотация

Актуальность. Хроническая обструктивная болезнь легких (ХОБЛ) в силу многообразия и системности проявлений рассматривается в качестве типичной модели ускоренного старения. К ведущему фактору тканевого ремоделирования при ХОБЛ относят изменение клеточного метаболизма или его перепрограммирование в ответ на воздействие таких внешних факторов как продукты сгорания табачного дыма, биотопливо, вирусы и др. Среди многообразия механизмов тканевого и клеточного перепрограммирования при ХОБЛ доминирующую позицию занимают вопросы, относящиеся к ведению митоходриальной биологии. Являясь парасимбиотическими органеллами, митохондрии имеют сложную систему взаимодействия с клетками целостного организма и включает как процессы биогенеза или образования новых органелл, так и процессы митофагии или удаления клеткой-хозяином дефектных митохондрий, с наличием дисрегуляции обоих механизмов при ХОБЛ. 

Цель – объединение накопленного научно-исследовательского опыта в области изучения клеточного метаболизма и роли митохондрий для углубленного фенотипирования ХОБЛ в зависимости от вариантов метаболического перепрограммирования и создания новых терапевтических возможностей для их коррекции.

Заключение. Митохондрии являются ключевыми регуляторами метаболизма, окислительно-восстановительного гомеостаза, выживания и пролиферации клеток. Указанные процессы, контролируемые разнообразными путями внутри- и межклеточного сигналинга демонстрируют дисбаланс при ХОБЛ на уровне различных тканевых дифферонов – альвеолоцитов, эпителиальных клеток легочной ткани, гладких миоцитов дыхательных путей, альвеолярных макрофагов, поперечно-полосатой мускулатуры, мезенхимальных стромальных клеток, прогениторных клеток и пр. Результаты, полученные при изучении метаболома и митохондриальной функции формируют идеи для поиска новых терапевтических возможностей в терапии ХОБЛ.

Об авторах

В. А. Невзорова
Федеральное государственное бюджетное учреждение высшего образования "Тихоокеанский медицинский университет" Минздрава России.
Россия

Д.м.н., профессор, директор Института терапии и инструментальной диагностики


Конфликт интересов:

Конфликт интересов авторами не заявляется



Т. А. Бродская
Федеральное государственное бюджетное учреждение высшего образования "Тихоокеанский медицинский университет" Минздрава России.
Россия

Д.м.н, профессор Института терапии и инструментальной диагностики.


Конфликт интересов:

Конфликт интересов авторами не заявляется



Н. Г. Плехова
Федеральное государственное бюджетное учреждение высшего образования "Тихоокеанский медицинский университет" Минздрава России; Центральная научно-исследовательская лаборатория ФГБОУ ВО ТГМУ Минздрава России.
Россия

Д.б.н., заведующая Центральной научно-исследовательской лабораторией ФГБОУ ВО ТГМУ.


Конфликт интересов:

Конфликт интересов авторами не заявляется



Л. Г. Присеко
Федеральное государственное бюджетное учреждение высшего образования "Тихоокеанский медицинский университет" Минздрава России.
Россия

Аспирант Института терапии и инструментальной диагностики


Конфликт интересов:

Конфликт интересов авторами не заявляется



А. А. Евстифеева
Федеральное государственное бюджетное учреждение высшего образования "Тихоокеанский медицинский университет" Минздрава России; Краевое государственное бюджетное учреждение здравоохранения "Владивостокская клиническая больница №1".
Россия

Врач-пульмонолог отделения пульмонологии КГБУЗ "Владивостокская клиническая больница №1"


Конфликт интересов:

Конфликт интересов авторами не заявляется



А. Э. Багирова
Федеральное государственное бюджетное учреждение высшего образования "Тихоокеанский медицинский университет" Минздрава России; Краевое государственное бюджетное учреждение здравоохранения "Владивостокская клиническая больница №1".
Россия

Врач-кардиолог отделения неотложной кардиологии КГБУЗ "Владивостокская клиническая больница №1"


Конфликт интересов:

Конфликт интересов авторами не заявляется

 



Список литературы

1. Бродская Т.А., Невзорова В.А., Васильева М.С., Лавренюк В.В. Нейроопосредованные и эндотелийзависимые механизмы формирования хронической обструктивной болезни легких. Терапевтический архив. 2020; 92 (3): 116–124. DOI: 10.26442/00403660.2020.03.000347

2. Nevzorova V., Brodskaya T., Gilifanov E. Smoking and COPD: Endothelium-Related and Neuro-mediated Emphysema Mechanisms [Online First April 22nd 2019], In: Respiratory Disease Update (ISBN 978-953-51-6577-4), Edited by: Jose Carlos Herrera Garcia, IntechOpen, London: 2020. DOI: 10.5772/intechopen.85927.

3. MacNee W., Rabinovich R.A., Choudhury G. Ageing and the border between health and disease. Eur Respir J. 2014 Nov;44(5):1332-52. DOI: 10.1183/09031936.00134014. Epub 2014 Oct 16. PMID: 25323246.

4. Hiemstra P.S., van der Does A.M. Reprogramming of cellular metabolism: driver for airway remodelling in COPD? Eur Respir J. 2017; 50: 1702197. DOI: 10.1183/13993003.02197-2017.

5. Naz S., Kolmert J., Yang M., et al. Metabolomics analysis identifies sex-associated metabotypes of oxidative stress and the autotaxin-lysoPA axis in COPD. Eur Respir J. 2017; 49: 1602322. DOI: 10.1183/13993003.02322-2016

6. López-Otín C., Blasco M.A., Partridge L., et al. The hallmarks of ageing. Cell 2013; 153: 1194–1217. DOI: 10.1016/j.cell.2013.05.039.

7. Cloonan S.M., Kim K., Esteves P., et al. Mitochondrial dysfunction in lung ageing and disease. Eur Respir Rev 2020; 29: 200165. DOI:10.1183/16000617.0165-2020

8. Mereschcowski K. Theorie der zwei Plasmaarten als Grundlage der Symbiogenesis, einer neuen Lehre von der Entstehung der Organismen [The theory of two plasmas as the basis of symbiogenesis, a New Study or the Origins of Organisms]. 1910. https://elib.rgo.ru/handle/123456789/231019

9. Sagan L. On the origin of mitosing cells. J Theor Biol 1967; 14: 255–274. DOI: 10.1016/0022-5193(67)90079-3.

10. Mishra P., Carelli V., Manfredi G., et al. Proteolytic cleavage of Opa1 stimulates mitochondrial inner membrane fusion and couples fusion to oxidative phosphorylation. Cell Metab 2014; 19: 630–641. DOI: 10.1016/j.cmet.2014.03.011.

11. Toyama E.Q., Herzig S., Courchet J., et al. Metabolism. AMP-activated protein kinase mediates mitochondrial fission in response to energy stress. Science 2016; 351: 275–28. DOI: 10.1126/science.aab4138.

12. Mishra P., Chan D.C. Mitochondrial dynamics and inheritance during cell division, development and disease. Nat Rev Mol Cell Biol 2014; 15: 634–646. DOI: 10.1038/nrm3877.

13. Mizumura K., Cloonan S.M., Nakahira K., et al. Mitophagy-dependent necroptosis contributes to the pathogenesis of COPD. J Clin Invest 2014; 124: 3987–4003. DOI: 10.1172/JCI74985.

14. Kovarova M., Hesker P.R., Jania L., et al. NLRP1-dependent pyroptosis leads to acute lung injury and morbidity in mice. J Immunol 2012; 189: 2006–2016. DOI: 10.4049/jimmunol.1201065.

15. Cloonan S.M., Choi A.M. Mitochondria in lung disease. J Clin Invest 2016; 126: 809–820 69. DOI: 10.1172/JCI81113.

16. Hoffmann R.F., Zarrintan S., Brandenburg S.M., et al. Prolonged cigarette smoke exposure alters mitochondrial structure and function in airway epithelial cells. Respir Res 2013; 14: 97. DOI: 10.1186/1465-9921-14-97.

17. Wiegman C.H., Michaeloudes C., Haji G., et al. Oxidative stress-induced mitochondrial dysfunction drives inflammation and airway smooth muscle remodeling in patients with chronic obstructive pulmonary disease. J Allergy Clin Immunol 2015; 136: 769–780. DOI: 10.1016/j.jaci.2015.01.046.

18. Tennant D.A., Durán R.V., Gottlieb E. Targeting metabolic transformation for cancer therapy. Nat Rev Cancer 2010;10: 267–277. DOI: 10.1038/nrc2817.

19. Michaeloudes C., Kuo C-H, Haji G., et al. Metabolic re-patterning in COPD airway smooth muscle cells. Eur Respir J 2017; 50: 1700202 DOI:10.1183/13993003.00202-2017.

20. Aravamudan B., Kiel A., Freeman M., et al. Cigarette smoke-induced mitochondrial fragmentation and dysfunction in human airway smooth muscle. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol 2014; 306: L840–L854. DOI: 10.1152/ajplung.00155.2013.

21. Aravamudan B., Thompson M., Sieck G.C., et al. Functional effects of cigarette smoke-induced changes in airway smooth muscle mitochondrial morphology. J Cell Physiol 2017; 232: 1053–1068. DOI: 10.1002/jcp.25508

22. Kirkham P.A., Barnes P.J. Oxidative stress in COPD. Chest 2013; 144: 266–273. DOI: 10.1378/chest.12-2664

23. Larry H. Bernstein. “The Role of Mitochondrial Imbalance in Pulmonary Diseases”. EC Pulmonology and Respiratory Medicine 8.4 (2019): 336-344. URL:https://ecronicon.com/ecprm/volume8-issue4.php

24. Wu G., Zhu Q., Zeng J., et al. Extracellular mitochondrial DNA promote NLRP3 inflammasome activation and induce acute lung injury through TLR9 and NF-κB. J Thorac Dis 2019; 11: 4816–4828. DOI: 10.21037/jtd.2019.10.26.

25. West A.P., Khoury-Hanold W., Staron M., et al. Mitochondrial DNA stress primes the antiviral innate immune response. Nature 2015; 520: 553–557. DOI: 10.1038/nature14156.

26. Robb E.L., Hall A.R., Prime T.A., Eaton S., et al. Control of mitochondrial superoxide production by reverse electron transport at complex I. J Biol Chem. 2018 Jun 22;293(25):9869-9879. DOI: 10.1074/jbc.RA118.003647.

27. Brand M.D. Mitochondrial generation of superoxide and hydrogen peroxide as the source of mitochondrial redox signaling. Free Radic Biol Med. 2016 Nov;100:14-31. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2016.04.001.

28. Ryter S.W., Rosas I.O., Owen C.A., et al. Mitochondrial dysfunction as a pathogenic mediator of chronic obstructivepulmonary disease and idiopathic pulmonary fibrosis. Ann Am Thorac Soc 2018; 15: Suppl. 4, S266–S272. DOI: 10.1513/AnnalsATS.201808-585MG.

29. Xu F., Wen Z., Shi X., Fan J. Inflammasome in the Pathogenesis of Pulmonary Diseases. Exp Suppl. 2018;108:111-151. DOI: 10.1007/978-3-319-89390-7_6.

30. Kang M.J., Shadel G.S. A mitochondrial perspective of chronic obstructive pulmonary disease pathogenesis. Tuberc Respir Dis. (2016) 79:207–13. DOI: 10.4046/trd.2016.79.4.207.

31. Kang M.J., Yoon C.M., Kim B.H., Lee C.M., et al. Suppression of NLRX1 in chronic obstructive pulmonary disease. J Clin Invest. 2015 Jun;125(6):2458-62. DOI: 10.1172/JCI71747.

32. Yoon C.M., Nam M., Oh Y.M., et al. Mitochondrial Regulation of Inflammasome Activation in Chronic Obstructive Pulmonary Disease. J Innate Immun. 2016;8(2):121-8. DOI: 10.1159/000441299.

33. Cloonan S.M., Glass K., Laucho-Contreras M.E., et al. Mitochondrial iron chelation ameliorates cigarette smoke-induced bronchitis and emphysema in mice. Nat Med 2016; 22: 163–174. DOI: 10.1038/nm.4021.

34. Barnes P.J., Baker J., Donnelly L.E. Cellular senescence as a mechanism and target in chronic lung diseases. Am J Respir Crit Care Med 2019; 200: 556–564. DOI: 10.1164/rccm.201810-1975TR.

35. Zhu Y, Liu X, Ding X, Wang F, et al. Telomere and its role in the aging pathways: telomere shortening, cell senescence and mitochondria dysfunction. Biogerontology. 2019 Feb;20(1):1-16. DOI: 10.1007/s10522-018-9769-1.

36. Van der Rijt S., Molenaars M., McIntyre R.L., Janssens G.E., et al. Integrating the Hallmarks of Aging Throughout the Tree of Life: A Focus on Mitochondrial Dysfunction. Front Cell Dev Biol. 2020 Nov 26;8:594416. DOI: 10.3389/fcell.2020.594416.

37. Subramaniam K., Kumar H., Tawhai M.H. Evidence for age-dependent air-space enlargement contributing to loss of lung tissue elastic recoil pressure and increased shear modulus in older age. J Appl Physiol 2017; 123: 79–87. DOI: 10.1152/japplphysiol.00208.2016.

38. Sahin E., DePinho R.A. Axis of ageing: telomeres, p53 and mitochondria. Nat Rev Mol Cell Biol 2012; 13:397–404. DOI: 10.1038/nrm3352.

39. Mercado N., Colley T., Baker J.R., et al. Bicaudal D1 impairs autophagosome maturation in chronic obstructive pulmonary disease. FASEB Bioadv 2019; 1: 688–705. DOI: 10.1096/fba.2018-00055.

40. Kelly G. A review of the sirtuin system, its clinical implications, and the potential role of dietary activators like resveratrol: part 1. Altern Med Rev. 2010 Sep;15(3):245-63. URL:https://altmedrev.com/blog/resource/a-review-of-the-sirtuin-system-its-clinical-implications-and-the-potential-role-of-dietary-activators-like-resveratrol-part-1/

41. Takasaka N., Araya J., Hara H., Ito S. et al. (2014). Autophagy induction by SIRT6 through attenuation of insulin-like growth factor signaling is involved in the regulation of human bronchial epithelial cell senescence. J Immunol, 192: 958-968. DOI: 10.4049/jimmunol.1302341

42. To M., Takagi D., Akashi K., Kano I. et al. (2013). Sputum plasminogen activator inhibitor-1 elevation by oxidative stress-dependent nuclear factor-kappaB activation in COPD. Chest, 144: 515-521. DOI: 10.1378/chest.12-2381.

43. Ahmad T., Sundar I.K., Lerner C.A., et al. Impaired mitophagy leads to cigarette smoke stress-induced cellular senescence: implications for chronic obstructive pulmonary disease. FASEB J 2015; 29: 2912–2929. DOI: 10.1096/fj.14-268276

44. Szczesny B., Marcatti M., Ahmad A., et al. Mitochondrial DNA damage and subsequent activation of Z-DNA binding protein 1 links oxidative stress to inflammation in epithelial cells. Sci Rep 2018; 8: 914. DOI: 10.1038/s41598-018-19216-1.

45. Zhang W.Z., Rice M.C., Hoffman K.L., et al. Association of urine mitochondrial DNA with clinical measures of COPD in the SPIROMICS cohort. JCI Insight 2020; 5: e133984. DOI: 10.1172/jci.insight.133984.

46. Lazaar A.L., Greenhaff P.L. Impaired muscle mitochondrial density and/or function: a COPD-specific mitochondropathy or simply deconditioning? Eur Respir J. 2012 Nov;40(5):1070-1. DOI: 10.1183/09031936.00051012.

47. Meyer A., Zoll J., Charles A.L., Charloux A., et al. Skeletal muscle mitochondrial dysfunction during chronic obstructive pulmonary disease: central actor and therapeutic target. Exp Physiol. 2013 Jun;98(6):1063-78. DOI: 10.1113/expphysiol.2012.069468.

48. Taivassalo T., Hussain S.N. Contribution of the mitochondria to locomotor muscle dysfunction in patients with COPD. Chest 2016; 149: 1302–1312. DOI: 10.1016/j.chest.2015.11.021.

49. Dillon L.M., Rebelo A.P., Moraes C.T. The role of PGC-1 coactivators in aging skeletal muscle and heart. IUBMB Life 2012; 64: 231–241. DOI: 10.1002/iub.608.

50. Belchamber K.B.R., Singh R., Batista C.M., et al. Defective bacterial phagocytosis is associated with dysfunctional mitochondria in COPD macrophages. Eur Respir J 2019; 54: 1802244. DOI: 10.1183/13993003.02244-2018.

51. Ubags N.D., Baker J., Boots A., et al. ERS International Congress, Madrid, 2019: highlights from the Basic and Translational Science Assembly. ERJ Open Res 2020; 6: 00350-2019 DOI: 10.1183/23120541.00350-2019.

52. Weinberg S.E., Sena L.A., Chandel N.S. Mitochondria in the regulation of innate and adaptive immunity. Immunity. 2015 Mar 17;42(3):406-17. DOI: 10.1016/j.immuni.2015.02.002.

53. Sun C., Liu X., Wang B., Wang Z., et al. Endocytosis-mediated mitochondrial transplantation: Transferring normal human astrocytic mitochondria into glioma cells rescues aerobic respiration and enhances radiosensitivity. Theranostics. 2019 May 26;9(12):3595-3607. DOI: 10.7150/thno.33100. eCollection 2019. PMID: 31281500.

54. Jackson M.V., Morrison T.J., Doherty D.F., et al. Mitochondrial transfer via tunneling nanotubes is an important mechanism by which mesenchymal stem cells enhance macrophage phagocytosis in the in vitro and in vivo models of ARDS. Stem Cells 2016; 34: 2210–2223. DOI: 10.1002/stem.2372.

55. Van den Bossche J., O’Neill L.A., Menon D. Macrophage Immunometabolism: Where Are We (Going)? Trends Immunol. 2017 Jun;38(6):395-406. DOI: 10.1016/j.it.2017.03.001.

56. O’Beirne S.L., Kikkers S.A., Oromendia C., et al. Alveolar macrophage immunometabolism and lung function impairment in smoking and chronic obstructive pulmonary disease. Am J Respir Crit Care Med 2020; 201: 735–739. DOI: 10.1164/rccm.201908-1683LE.

57. Xie Z.Z., Liu Y., Bian J.S. Hydrogen sulfide and cellular redox homeostasis. Oxid Med Cell Longev 2016; 2016: 6043038. DOI: 10.1155/2016/6043038.

58. Sun Y., Wang K., Li M.X., et al. Metabolic changes of H2S in smokers and patients of COPD which might involve in inflammation, oxidative stress and steroid sensitivity. Sci Rep 2015; 5: 14971. DOI: 10.1038/srep14971.

59. He Y., Liu S., Zhang Z., Liao C., et al. Imbalance of Endogenous Hydrogen Sulfide and Homocysteine in Chronic Obstructive Pulmonary Disease Combined with Cardiovascular Disease. Front Pharmacol. 2017 Sep 12;8:624. DOI: 10.3389/fphar.2017.00624.

60. Beckett E.L., Stevens R.L., Jarnicki A.G., et al. A new short-term mouse model of chronic obstructive pulmonary disease identifies a role for mast cell tryptase in pathogenesis. J Allergy Clin Immunol 2013; 131: 752–762. DOI: 10.1016/j.jaci.2012.11.053

61. Mills E.L., Ryan D.G., Prag H.A., et al. Itaconate is an anti-inflammatory metabolite that activates Nrf2 via alkylation of KEAP1. Nature 2018: 556: 113–117. 74–77. DOI: 10.1038/nature25986.

62. Hara H., Araya J., Ito S., et al. Mitochondrial fragmentation in cigarette smoke-induced bronchial epithelial cell senescence. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 2013 Nov 15;305(10):L737-46. DOI: 10.1152/ajplung.00146.2013.

63. Ogger P.P., Silva J.D., Aghapour M., et al. Early Career Members at the ERS Lung Science Conference 2020: metabolic alterations in lung ageing and disease. Breathe 2020; 16: 200063. DOI: 10.1183/20734735.0063-2020

64. Michaeloudes C., Bhavsar P.K., Mumby S., et al. Role of metabolic reprogramming in pulmonary innate immunity and its impact on lung diseases. J Innate Immun 2020; 12: 31–46. DOI: 10.1159/000504344.


Дополнительные файлы

Рецензия

Для цитирования:


Невзорова В.А., Бродская Т.А., Плехова Н.Г., Присеко Л.Г., Евстифеева А.А., Багирова А.Э. Клеточный метаболизм и дисфункция митохондрий при хронической обструктивной болезни легких. Пульмонология. 0;.

For citation:


Nevzorova V.A., Brodskaya T.A., Plekhova N.G., Priseko L.G., Evstifeeva A.A., Bagirova A.E. Cellular metabolism and mitochondrial dysfunction in chronic obstructive pulmonary disease. PULMONOLOGIYA. 0;.

Просмотров: 61


ISSN 0869-0189 (Print)
ISSN 2541-9617 (Online)